动物模型的分类

按产生原因分类

诱发性或实验性动物模型（ Experimental Animal Models ）

实验性动物模型是指研究者通过使用物理的、化学的和生物的致病因素作用于动物，造成动物组织、或全身一定的损害，出现某些类似人类疾病时的功能、代谢或毒使动物患相应的，又如用化学致癌剂、线、致癌病毒诱发动物的等。如果是慢性实验或需要定期处死动物进行检验的实验，就要求选较多的动物，以补足动物自然和认为处死所丧失的数量，确保实验结束时有合乎统计学要求的动物数量存在。诱发性疾病动物模型具有能在短时间内出大量疾病模型，并能严格控制各种条件使出的疾病模型适合研究目的需要等特点，因而为近代医学研究所常用，特别是筛选研究工作所。但诱发模型和自然产生的疾病模型在某些方面毕竟存在一定差异。因此在设计诱发性动物模型要尽量克服其不足，发挥其特点。

动物模型的设计原则

重复性

理想的动物模型应该是可重复的，甚至是可以标准化的。小鼠悬尾实验：悬尾小鼠为克服不正常体位而挣扎活动，但活动一定时间后，出现间断性不动，显示“绝望”状态，多数抗抑郁药可有效缩短小鼠的不动时间。例如用一次定量放血法可造成出血，会si亡，这就符合可重复性和达到了标准化要求。又如用狗做xin肌梗死模型照理很合适，因为它的冠状动脉循环与人相似，而且在实验动物中它适宜做暴露心脏的剖胸手术，但狗结扎冠状动脉的后果差异太大，不同狗同一动脉同一部位的结扎，其后果很不一致，无法预测，无法标准化。相反，大小白鼠、地鼠和豚鼠结扎冠脉的后果就比较稳定一致，可以预测，因而可以标准化。

根据GB19489-2004实验室 生物 安全通用要求,动物实验室的 生物 安全要点:

动物实验室的生物安全防护设施应参照BSL1-4实验室的要求，还应考虑对动物呼吸、排泄、毛发、抓咬、挣扎、逃逸、动物实验（如染毒、医学检查、取样、解剖、检验等）、动物饲养、动物及排泄物的处置等过程产生的潜在生物危害的防护。对于这一部分站友，我们不可能要求去系统学习《医学实验动物学》，但我们可以常备一本在身边。应特别注意对动物源性气溶胶的防护，例如对动物的剖检应在负压剖检台上进行。

应根据动物的种类、身体大小、生活习性、实验目的等选择具适当防护水平的、于动物的、符合国家相关标准的 生物安全柜 、动物饲养设施、动物实验设施、消毒设施和清洗设施等。

实验室建筑应确保实验动物不能逃逸，非实验室动物（如野鼠、昆虫等）不能进入。实验室设计（如空间、进出通道等）应符合所用动物的需要。

动物实验室空气不应循环。动物源气溶胶应经适当的过滤/消毒后排出，不能进入室内循环。

如动物需要饮用无菌水，供水系统应可安全消毒。

动物实验室内的温度、湿度、照度、噪声、洁净度等饲养环境应符合国家相关标准的要求。

实验动物大、小鼠的采血方法

1、动物实验中剪尾采血：需血量少时可用此方法。将动物固定，显露尾部，将尾尘剪去约5mm，从尾根部向尾端部，血即从断端流出。匹罗卡品致大鼠癫xian模型近年来一直被认为是研究颞叶dian痫的理想模型。若用二棉球涂擦尾部或事先将鼠尾浸在45℃水中数分钟，使尾部血管充盈，可采到较多的血，但注意二可致溶血。也可用锋利刀片割破尾动脉或尾静脉，让血液自行流出，采血后，消毒，止血。如将动物取血量可更多些。小鼠每次采血约0.1ml，大鼠约0.4 ml。为了多次反复取血应尽量从鼠尾末端开始。

2、动物实验中摘眼球采血：此法常用于鼠类大量采血。百奥赛图利用自主开发制备的B-h17A人源化小鼠（敲除小鼠IL-17A基因，同时敲进人IL-17A基因）为针对人IL-17A靶点的MSzhi疗yao效研究提供了一个可靠的MOG诱导的EAE模型。用左手固定动物，压迫眼球，尽量使眼球突出，右手用无钩弯镊子或弯止血钳迅速摘除眼球，立即将鼠倒置，头朝下，眼眶内很快流出血液。一般只适用于一次采血。大部动物采血后可以存活，可采另一侧眼球取血。

大鼠后眼框静脉丛取血方法

4、动物实验中颈静脉或颈动脉采血：将鼠，剪去一侧颈部外侧被毛，作颈静脉或颈动脉分离手术，用即可抽出所需血量。也可插入导管，反复采血。

5、断头采血：操作者左手拇指和食指握住鼠颈部，头朝下，用利剪在头颈间1/2处迅速剪动物头部，提起动物，血液即可流入准备好的容器中。

6、心脏采血：将动物，使其仰位固定，剪去胸前区毛，消毒皮肤，在左侧第3—4肋间选择心博强处穿刺，血液借心脏跳动的力量进入。亦可在动物后，切开动物胸腔，直视心脏内抽血或剪破心脏，直接用、吸管等吸血。